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共焦点ラマン顕微鏡は、非侵襲的かつラベルフリーであることから、細胞生物学において強力な手法です。レーザーで分子を励起し散乱光を取得することで、細胞の化学的・構造的情報が得られます。これにより、脂質、タンパク質、核酸などの異なるバイオ分子とその細胞内分布を可視化できます。現在の細胞生物学研究では、ラマンイメージングが特に脂質組織化、代謝、感染、薬物取り込みなどの細胞プロセス研究に活用されています^［1-7］。共焦点ラマンイメージングの高空間分解能と化学的特異性は、多様な生物学的プロセスにおける細胞の複雑な動態を理解するための貴重なツールです。

WITec システムの卓越したラマン技術は、最高の解像度、速度、感度を同時に実現し、貴重なサンプルから最良の結果を引き出します。比類のない汎用性を備えた WITec のラマン顕微鏡は、現在および将来の研究要件に適応するための最適な基盤です。生きた標本を使用する生物学的用途向けに、環境および温度制御用の互換デバイスもご用意しています。

生細胞の共焦点ラマンイメージング

共焦点ラマンイメージングは非破壊的な顕微鏡技術であるため、生きた細胞を生理的な環境下で損傷を与えることなく研究するのに最適です。この例では、WITec alpha300 ラマン顕微鏡を使用して、ラットの上皮細胞を調査しました。ミトコンドリア（青）、小胞体（緑）、核小体（オレンジ）の典型的なラマン分光スペクトルが検出されました。色分けされたラマン画像は、これらの細胞小器官の細胞内位置を可視化しています。

詳細については、当社のアプリケーションノートをご覧ください。

左から右へ。最初の画像：培養中のラット上皮細胞画像。2番目の画像：細胞内のミトコンドリア（青）、小胞体（緑）、および核小体（オレンジ）を色分けしたラマン画像。3番目の画像：ミトコンドリア、小胞体、および核小体のラマン分光スペクトル。

サンプル提供：Angelika Rück、ILM、ウルム、ドイツ

細胞の3次元ラマンイメージング

WITec ラマンシステムでは、共焦点と優れた深度分解能の組み合わせにより、3D でも細胞の詳細を分解して観察することができます。このアニメーションは、ハイドロゲル内の間葉系細胞の 3D ラマン画像を示し、選別されたさまざまな細胞成分を可視化しています

ハイドロゲル中の間葉系幹細胞の 3D 再構成。細胞質（青）、核（赤）、トリグリセリド（緑）、リン脂質（オレンジ）、マトリゲル（青緑）。

Kallepitisら 2017¹からの動画、クリエイティブ・コモンズ CC-BY 4.0ライセンス下で利用可能。

ラマン分光法と蛍光分光法の組み合わせ

細胞生物学の研究において、蛍光標識は特定の分子を可視化する一般的な手法です。ラマンイメージングは、この手法に代わる強力な手法ですが、WITec の顕微鏡では、追加の蛍光マーカーが必要な用途向けに、この 2 つの手法を組み合わせて使用することができます。これらの画像は、DAPI で染色した真核細胞の相関ラマンイメージングと蛍光イメージングです。蛍光イメージでは、標識された細胞核が可視化され、ラマンイメージングでは、小胞体（緑）と核小体（オレンジ）が識別されています。

詳細については、当社のアプリケーションノートをご覧ください。

左から右へ。最初の画像：蛍光マーカーDAPIで染色された細胞核。2番目の画像：ラマン分光法で同定された小胞体（緑）と核小体（オレンジ）。3番目の画像：重ね合わせ画像。

サンプル提供：クラウディア・スカルフィ=ハップ、ILM、ウルム、ドイツ

相関ラマンイメージング

WITec の汎用性の高い装置は、ラマン顕微鏡とさまざまな他のイメージング技術を組み合わせ、同じサンプル位置から補完的な情報を提供することができます。

その他の応用例

マクロファージ細胞のラマン画像シリーズで、時間経過に伴う脂質の取り込みを示しています。重水素標識されたオレイン酸（赤）がマクロファージ（シアン）内で増加し、脂肪滴に蓄積される様子が観察され、泡沫細胞の形成を示す兆候となっています。

画像提供：Christian Matthäus、ライプニッツ光技術研究所、イエナ、ドイツ。

ラマンイメージングと定量分析により、3次元一次肝細胞スフェロイド中のタンパク質、飽和脂質、不飽和脂質、核酸、グリコーゲン、およびシトクロムCの存在と位置を明らかにしました。スケールバー:50 µm。

画像：LaLone et al. 2023²、クリエイティブ・コモンズ CC-BY 4.0ライセンス下で利用可能。

アプリケーションノート

アプリケーションノートライフサイエンスにおける共焦点ラマンイメージングと相関技術

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Customer publications:

Kallepitis, C., et al. (2017). Quantitative volumetric Raman imaging of three dimensional cell cultures. Nature communications, 8(1), 14843. https://doi.org/10.1038/ncomms14843
LaLone, V., et al. (2023). Quantitative chemometric phenotyping of three-dimensional liver organoids by Raman spectral imaging. Cell Reports Methods, 3(4). https://doi.org/10.1016/j.crmeth.2023.100440
Unger, N., et al. (2022). Looking Inside Non-Destructively: Label-Free, Raman-Based Visualization of Intracellular Coxiella burnetii. Analytical Chemistry, 94(12), 4988-4996. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.1c04754
Orleanska, J., Wiecek, W., & Majzner, K. (2024). Investigation of etravirine uptake and distribution in single aortic endothelial cells in vitro using Raman imaging. Analyst, 149(17), 4454-4463. https://doi.org/10.1039/D4AN00314D
Borek-Dorosz, A., et al. (2024). Raman microscopy reveals how cell inflammation activates glucose and lipid metabolism. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research, 1871(1), 119575. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2023.119575
Stanek, E., Czamara, K., & Kaczor, A. (2024). Increased obesogenic action of palmitic acid during early stage of adipogenesis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular and Cell Biology of Lipids, 159525. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2024.159525
Haessler, A., et al. (2024). The Aβ42: Aβ40 ratio modulates aggregation in beta-amyloid oligomers and drives metabolic changes and cellular dysfunction. Frontiers in Cellular Neuroscience, 18, 1516093. https://doi.org/10.3389/fncel.2024.1516093

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